不可以，轉染是通過物理或化學方法將外源 DNA轉入細胞的過程，磷酸鈣轉染法和脂質體轉染法為例，兩種方法都需要在轉染24h 前進行細胞傳代，且細胞密度達到70%-80%方可進行轉染實驗。而細胞復蘇后， 細胞未達到最佳的狀態，活力為完全恢復，細胞密度未達到要求，故而不可用復蘇細胞直接加質粒進行實驗。

       是的，細胞密度會影響轉染性能。細胞匯合度在 70-90％時具有優異的轉染性能

        傳代次數可能會影響轉染實驗。傳代次數過多可能會降低轉染效率。我們不推薦超過20-30 次傳代的細胞。如果轉染性能下降并且細胞已經培養過很長時間或過度不當傳代，我們建議您從液氮中復蘇一管新細胞重新培養。

        同一種轉染試劑對于不同的細胞系和細胞，其轉染效果都不一樣，建議您查看相關推薦后選擇最適合的轉染試劑。

        一般情況下，無論如何嘗試控制轉染影響因素，兩次轉染的效率仍會表現出一定程度的差異性。轉染時，請保持所有轉染條件基本一致，如細胞匯合度、傳代次數和質粒添加量等。盡可能使用代次低的細胞。

        瞬時轉染克隆的表達水平通常比較高，因為瞬時轉染細胞通常具有較高的外源基因拷貝數（每個細胞幾百個）。穩定轉染的克隆通常有 1-2 個拷貝整合進基因組，因此其表達水平較低。有時候，穩定轉染細胞的表達水平低是因為當組成型表達重組蛋白時對細胞造成了負面影響。

        脂質體轉染過程中不是必須需使用無血清培養基。但是血清會影響復合物的形成，因為蛋白質可能會干擾復合體的形成。一旦復合體形成，即可將其加入到含血清培養基的細胞中。

        不可以，抗生素，比如青霉素和鏈霉素，是影響轉染的培養基添加物。這些抗生素一般對于真核細胞無毒，但陽離子脂質體試劑增加了細胞的通透性，使抗生素可以進入細胞。這降低了細胞的活性，導致轉染效率低。所以，在轉染培養基中不能使用抗生素，甚至在準備轉染前進行細胞鋪板時也要避免使用抗生素。

        需要去內毒素，因為內毒素會對細胞造成傷害，嚴重的甚至殺死細胞。在提取質粒的過程中，可能會殘留有細菌（如大腸桿菌）產生的內毒素，內毒素水平增加可導致轉染效率的大幅下降。

        A260 / A280 值大于或等于 1.8，意味著該質粒 DNA 是純的；A260 / A280 讀數小于 1.8，表明樣品可能被芳香族產物（即苯酚）或蛋白質污染；讀數大于 2.0，則表明樣品被 RNA 污染。

        對于瞬時轉染，轉染的 DNA 沒有整合到宿主基因組中，所以外源 DNA 在后續的細胞有絲分裂階段將丟失。外源基因的表達是短暫的（最長 7-10 天），但表達水平很高，因為在同一個細胞里會有多個拷貝的 DNA。對于穩定轉染，轉染的 DNA 能夠整合到宿主基因組，因此轉染細胞及其子代細胞的基因組中會同時保留轉染的 DNA。外源基因也會隨著篩選過程而表達。由于每個細胞中只整合了 1-2 個 DNA 拷貝，所以表達水平較低。穩定轉染的轉染效率只有瞬時轉染的 1-10％。

        一般效果在 1 周內,傳不了幾代就丟失了,功能性實驗做不了，要想超過 1 個周最好用病毒感染細胞，獲得穩轉細胞系。

        脂質體介導的轉染的主要優勢是能取得更高的轉染效率，即使是不能使用磷酸鈣介導轉染的細胞類型。此外，脂質體介導的轉染不僅能用于寡聚核苷酸到大 DNA 范圍內的 DNA 遞送，還能遞送 RNA 和蛋白質。

        質粒轉染無法用于某些細胞類型，例如非分裂細胞，而病毒轉導既能用于分裂細胞又能用于非分裂細胞，比如難以轉染的神經細胞。

        轉細胞的質粒是不會復制的，真核生物沒有這種機制，因此會隨著細胞的生長分裂，質粒會逐漸丟失，只有整合到基因組的才會隨著細胞增殖而復制。

        瞬時轉染是指將構建好的質粒通過某種方式導入到哺乳動物細胞內（主要指HEK293細胞），該質粒上的外源基因不整合到細胞自身的基因組上。隨著細胞的生長分裂，外源基因會逐漸丟失。質粒在細胞內能夠存在3-4天，最長7-10天就會降解

        要看細胞和質粒而定。一般情況下轉染 24～48h 后。

        瞬轉后盡量不要傳代，否則會影響轉染效率，即使傳代，也最好高密度傳。